terça-feira, 10 de dezembro de 2019

Última aula de Histotécnica Vegetal


A disciplina de Histotécnica Vegetal, ministrada pela professora Márcia Bundchen, foi onde a turma teve uma maior autonomia dentro do laboratório, qualidade essencial para o nosso curso que é totalmente voltado a laboratórios. Essa liberdade nos permitiu uma maior confiança, não apenas na professora mas em nós mesmos. Nos fez capazes de enxergar o certo e o errado, diferentes formas de se aplicar alguma técnica, diferentes pontos de vista, afinal, mais do que nunca, aprendemos a trabalhar em grupo. Trabalhos em grupo sempre dão uma pequena dor de cabeça, mas nesse caso em especial, a turma inteira era um só grupo durante o semestre, e isso nos deixou mais a vontade pra trabalhar com todos, e aprender a lidar com as particularidades de cada um, pois cada um é bom em alguma coisa e ruim noutra, e a troca de conhecimentos tornou-se fácil, uma vez que já estávamos a vontade uns com os outros.

Além de aprendermos a trabalhar em grupo e confiar em nós mesmos, aprendemos muito sobre o universo das plantas. Eu me surpreendi quando esta cadeira se tornou uma das minhas favoritas. Sempre gostei de plantas, mas nunca gostei de “cuidar” de plantas. Então no início do semestre achei que não gostaria tanto assim. Mas o fato de estudarmos as células, as estruturas, o que faz cada planta ser única acabou se tornando uma de minhas cadeiras favoritas. De todas as técnicas que colocamos em prática durante o semestre a minha favorita é a preparação de lâminas e microtomia, embora precise aprimorar a “pescagem” do material depois do corte (desculpa sora, não tenho mãos de fada heheheh).
Mas a preparação de lâminas e depois visualiza-las no microscópio é uma coisa que vou levar sempre comigo, fiquei encantada na primeira vez que vi a lâmina que eu fiz, e esse encantamento permaneceu a cada lâmina criada. As primeiras podem não ter ficado tão boas, mas o fato de tu produzir uma coisa e ver resultado daquilo dá um pequeno orgulho de um trabalho bem feito.
Se eu tivesse que me dar uma nota, seria 8, por que embora tenha aprendido muito, preciso aprimorar muita coisa, uma delas a microtomia.
Gostaria de agradecer do fundo do coração a professora Márcia, que teve toda a paciência do mundo pra nos ajudar, dando a liberdade que precisávamos mas ao mesmo tempo sempre presente pra tirar nossas dúvidas e melhorarmos nossas técnicas. E agradeço a minha turma, que deu o suporte necessário, estando sempre dispostos a ajudar os colegas. A nossa turma é fenomenal! Boas férias a todos :)

Fig. 1 - Turma fenomenal da Bio II.
Fonte: Arquivo pessoal

Técnicas e Práticas - Diafanização

A diafanização ou clarificação é um processo químico frequentemente utilizado para órgãos laminares como folhas inteiras ou suas partes, com o objetivo principal de estudar o padrã de nervação, a epiderme e as diferenciações das folhas(1).

Para a diafanização foi preparada uma solução de 1:1 de peróxido de hidrogênio e ácido acético. Esta solução, juntamente com as folhas foram para a estufa a 60ºC. Para a dissociação da epiderme foliar utilizou-se a mesma solução. O resultado segue na imagem abaixo.

Fig. 1 - Resultado da diafanização
Fonte: Arquivo pessoal



Após a diafanização, foi feita a coloração do material com safranina e feita a montagem das lâminas. O resultado pode ser visto nas imagens abaixo.


Fig. 3 - Material corado com safranina.
Fonte: Arquivo pessoal

Fig. 4 - Material corado com safranina.
Fonte: Arquivo pessoal












































Finalizado esse processo, foi feito o corte dos blocos preparados na aula anterior, da folha brinco de princesa. Os cortes foram feitos no micrótomo, corados com azul de toluidina e foram montadas lâminas permanentes com entellan. Essas lâminas fazem parte do laminário da Histologia Vegetal do curso de Biotecnologia. Os resultados, visto a microscopia óptica, podem ser vistos nas imagens a baixo.


Fig. 5 - Brinco de Princesa corada com azul de toluidina.
Fonte: Arquivo pessoal

Fig. 6 - Gramínea corada com azul de toluidina.
Fonte: Arquivo pessoal














































Referências:
1. SOUZA, Luiz Antonio de et al. Morfologia & Anatomia Vegetal - Técnicas e Práticas; Parte I, pág 48; 2005.

segunda-feira, 4 de novembro de 2019

Microscopia Eletrônica - LabCEMM/PUCRS

No dia 10/09/2019, nossa turma Biotecnologia II, acompanhados da professora Márcia, visitou o LabCEMM, Laboratório Central de Microscopia e Microanálise, da PUCRS.
O objetivo desta visita foi conhecer e compreender sobre microscopia eletrônica e os  outros tipos de microscopia, com foco no MEV, Microscópio Eletrônico de Varredura.

1. MEV - Microscópio Eletrônico de Varredura

Consiste em utilizar um feixe de elétrons de pequeno diâmetro para explorar a superfície da amostra, ponto a ponto, por linhas sucessivas e transmitir o sinal do detector a uma tela catódica cuja varredura está perfeitamente sincronizada com aquela do feixe incidente. Por um sistema de bobinas de deflexão, o feixe pode ser guiado de modo a varrer a superfície da amostra segundo uma malha retangular. O sinal de imagem resulta da interação do feixe incidente com a superfície da amostra. O sinal recolhido pelo detector é utilizado para modular o brilho do monitor, permitindo a observação. A maioria dos instrumentos usa como fonte de elétrons um filamento de tungstênio (W) aquecido, operando numa faixa de tensões de aceleração de 1 a 50 kV. O feixe é acelerado pela alta tensão criada entre o filamento e o ânodo. Ele é, em seguida, focalizado sobre a amostra por uma série de três lentes eletromagnéticas com um spot menor que 4 nm. O feixe interagindo com a amostra produz elétrons e fótons que podem ser coletadas por detectores adequados e convertidas em um sinal de vídeo. Quando o feixe primário incide na amostra, parte dos elétrons difunde-se e constitui um volume de interação cuja forma depende principalmente da tensão de aceleração e do número atômico da amostra. Neste volume, os elétrons e as ondas eletromagnéticos produzidos são utilizados para formar as imagens ou para efetuar análises físico-químicas. Para serem detectados, as partículas e/ou os raios eletromagnéticos resultantes da interação do feixe eletrônico com a amostra devem retornar à superfície da amostra e daí atingirem o detector(1).


Fig.1 - Antena de uma formiga - aumento 1000x.
Fonte: Site "LabCEMM"(2)

2. MEV-FEG - Microscópio Eletrônico de Varredura por Emissão de Campo


O MEV-FEG permite obtenção de imagens detalhadas da morfologia dos materiais com resolução de até 1 nm e determinação do tamanho de partículas de dimensão mínima de 10 nm, ressaltando-se que não é recomendável usar este equipamento para determinar o tamanho de partículas ou de poros com dimensões acima de 100 µm. Com a técnica de MEV-FEG é possível obter imagens de topografia utilizando elétrons secundários (SE), estudar a porosidade, defeitos, contaminações, granulometria e morfologia dos materiais. Esta técnica também permite, com o uso de elétrons retroespalhados (BSE), a obtenção de imagens de compostos distintos em uma mesma amostra e, com o uso da espectroscopia por dispersão em energia de raios X (EDS), é possível realizar microanálise química qualitativa pontual ou na forma de mapas(3).

Fig.2 - Túbulos dentinários.
Fonte: Site "LabCEMM"(2)


3. MET - Microscópio Eletrônico de Transmissão

Consite em um feixe de elétrons atravessa a amostra sofrendo diversos tipos de espalhamento que dependem das características do material. Imagens de campo claro são formadas por elétrons que sofrem pouco desvio, enquanto as de campo escuro são formadas por elétrons difratados pelos planos cristalinos do material. Interações do feixe com o material geram raios-X característicos que fornecem informações sobre os elementos químicos presentes na amostra.
A técnica possibilita a aquisição de imagens com resolução muito superior às obtidas com microscópios ópticos comuns, em consequência da utilização de elétrons para a formação das imagens(4).

Fig.3 - Célula tronco mesenquimal humana para pré-adipócito.
Fonte: Site "LabCEMM"(2).

Referências:
1. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE VARREDURA: Aplicações e Preparações de amostras. Porto Alegre: Edipucrs, 2007. Disponível em: http://www.pucrs.br/edipucrs/online/microscopia.pdf 
2. Site LabCEMM. Disponível em: http://www.pucrs.br/ideia/labcemm/
3. MEV-FEG - Microscopia Eletrônica de Alta Resolução. Araraquara: UNESP, 2018. Disponível em: https://www.iq.unesp.br/#!/laboratorios-multiusuarios/feg-mev3371/apresentacao/
4. MET - Microscopia Eletrônica de Transmissão. Recife: CETENE, 2018. Disponível em: https://www.cetene.gov.br/pdf/met.pdf

Técnicas e Práticas - Coloração de lâminas permanentes

As secções feitas à mão livre ou em micrótomo podem ser coradas em apenas um corante, em dois (dupla coloração) ou em três (tripla coloração). 
Na aula prática de histologia vegetal fizemos duas colorações(1)

1ª Coloração: Dupla coloração, onde imergimos as lâminas no azul de toluidina por 3 minutos. As lâminas foram lavadas, para retirar todo o excesso da toluidina e em seguida foram imersas novamente no azul de toluidina por 5 minutos, lavadas e então para finalizar foram imersas na fucsina báscia por 20 segundos. As lâminas foram lavadas e sobrepostas na placa de aquecimento para secagem.


Fig.1 - À esquerda, azul de toluidina, e à direita a fucsina básica.
Fonte: Arquivo pessoal.
                     
Fig. 2 - Lâminas coradas e sobrepostas na placa de aquecimento para secagem.
Fonte: Arquivo pessoal.
2ª Coloração: Após todo o procedimento da microtomia em um bloquinho de gramínea, fizemos a coloração dos cortes com azul de toluidina 0,05%, onde as lâminas foram imersas por 2 minutos. Seguiu-se o mesmo procedimento de lavagem e secagem da 1ª coloração.
Fig.4 - Processo de secagem.
Fonte: ARquivo pessoal.
Fig.3 - Lâminas imersas no azul de toluidina
Fonte: Arquivo pessoal.
Fig.5 - Lâminas completamente secas e devidamente coradas.
Fonte: Arquivo pessoal.

Após finalizado o processo de secagem as lâminas estão prontas para serem montadas com "Entellan". É colocado apenas uma gota de entellan sobre o corte e, com cuidado para não formar bolhas, coloca-se a lamínula por cima e deixa-se secar.

Fig.6 - Lâminas secando após finalizar o processo de montagem com entellan.
Fonte: Arquivo pessoal.
No final deste processo é possível visualizar a amostra no microscópio óptico, onde podemos observar a epiderme adaxial/abaxial, parênquimas, estômatos, tricoma, xilema e floema, conforme as imagens abaixo.



Fig.8 - Lâmina de gramínea, onde está visível o tricoma, na 
ponta do risco rosa.
Fonte: Arquivo pessoal.

Fig.7 - Lâmina de gramínea, onde estão visíveis
a epiderme adaxial/abaxial, parênquima, estômatos,

xilema e floema.

Fonte: Arquivo pessoal.




















Referências:
1. SOUZA, Luiz Antonio de et al. Morfologia & Anatomia Vegetal - Técnicas e Práticas; Parte I, pág 28; 2005.

Técnicas e Práticas - Microtomia

O micrótomo é um aparelho destinado à seccionar os blocos de parafina ou historesina em fatias extremamente delgadas, variando, normalmente, de 1 a 10 um.
Independente do modelo, os micrótomos possuem duas partes principais: um porta-objeto, que suporta o bloco de historesina durante o processo, e um porta-navalha, que prende a navalha utilizada para efetuar as secções. Os cortes ocorrem com o deslocamento sucessivo do bloco de historesina de cima pra baixo, manipulando o disco num movimento rotacional sempre contra a navalha(1).


Fig.1 - Representação esquemática do micrótomo.
Fonte: Site "Vidraria de Laboratório"(2)
Fig.2 - Micrótomo disponível no laboratório de histologia do IFRS - Campus PoA
Fonte: Arquivo pessoal.






As secções obtidas no micrótomo são distendidas num recipiente com água morna a quente, ou banho histológico, e com o auxílio de um pincel são colocados sobre uma lâmina histológica limpa previamente albuminizada(1).

Fig.3 - Procedimento para realização da microtomia. Ao lado esquerdo o recipiente para o banho histológico.
Fonte: Blog "O Fenomenal Mundo Vegetal" - Nanda Couto(3).
Após os cortes estarem devidamente dispostos sobre as lâminas, as mesmas são levadas para uma placa de aquecimento, onde vai acelerar o processo de secagem das lâminas, estando prontas para a coloração.

Fig.4 - Lâminas prontas sobre a placa de aquecimento.
Fonte: Arquivo pessoal.
Referências:
1. BRUNO, Alessandra Nejar et al. Biotecnologia I (IFRS) - Princípios e Métodos. Morfologia Animal: aspectos teóricos e práticos - cáp. 7, pág 177 - 178; 2014.
2. Site "Vidraria de Laboratório". Disponível em: http://www.vidrariadelaboratorio.com.br/microtomo/microtomo-manual-rotativo-01/
3. Blog "O Fenomenal Mundo Vegetal", por Nanda Couto. Disponível em: https://histotecnica-vegetal.webnode.com/

Técnicas e Práticas - Emblocamento em Historresina

A obtenção de lâminas permanentes em relação às temporárias e semi-permanentes, demanda maior  investimento de tempo, de materiais e equipamentos específicos. Porém quando bem conservadas em laminários podem durar muitos anos. Há diversas técnicas que podem ser utilizadas para a confecção de lâminas permanentes e estas diferem principalmente na escolha da substância utilizada na infiltração e suas particularidades. Na histotécnica animal se utiliza a parafina para emblocamento, enquanto na histotécnica vegetal é mais comum a utilização da historesina.
O passo à passo para a preparação de lâminas permanentes a partir de material fixado (FAA70, Karnowski, etc) e armazenado em álcool 70% são os seguintes(1):

1. Desidratação:
Para a desidratação a amostra deverá seguir em uma sequência crescente de álcool etílico (PA) 70%, 80%, 90% e 95%(2), permanecendo 30 minutos em cada etapa. Nesta desidratação a água presente no material é retirada, o que garantirá uma boa infiltração posterior(1). As amostras utilizadas foram de chuchu e folha de Brinco de Princesa.
  
2. Pré-Infiltração:
Para a pré-infiltração foram utilizados 0,2 mL da solução de pré-infiltração e 0,5 mL da solução de infiltração no eppendorf. Para o meio de emblocamento foram utilizados 0,4 mL em cada forminha, num total de 1,1 mL de resina líquida por amostra(2)

2.1. Infiltração:  
Para a infiltração são necessários 10mL de resina líquida + 0,1g do pó ativador, chamada de MEIO A. Colocar no agitador magnético até a completa dissolução. Esta solução pode ser armazenada por diversas semanas a 4oC, em um frasco vedado e protegido da luz. Para fazer a solução de pré-infiltração misturar com álcool 95% 1:1. Deve-se utilizar também uma bomba a vácuo(3).
Existem diversos meios para infiltração e inclusão de material vegetal: parafina, “paraplast”, polietilenoglicol e resinas sintéticas (Kraus & Arduin 1997). Estes meios tornam a amostra resistente para suportar os impactos provenientes do processo de seccionamento. Nesta aula prática foi utilizado historesina(1).

3. Historesina:
A historesina se encontra a venda no mercado em kits de hidroxietilmetacrilato (historresina) com as substâncias e instruções de procedimento de uso. Basicamente, após a retirado do álcool 100% do material será necessário deixá-lo em uma solução de infiltração de historresina com álcool etílico 96% durante toda a noite. Após, a amostra segue para 4h em solução pura de hidroxietilmetacrilato. Existem placas de plásticos específicas com poços para colocar o material a ser seccionado e a historresina pura com solução endurecedora após ativação da reação de polimerização(1).

Fig.1 - Forminha com as amostras, armazenada na bomba a vácuo.
Fonte: Arquivo pessoal.

4. Polimerização:
Técnica realizada em capela. A solução de polimerização é chamada de MEIO B, que consite na mistura do MEIO A + Hardner (endurecedor), preparada em recipiente de vidro(3)
Foram utilizados 15mL de solução de infiltração + 1 mL de hardener. Mistura-se bem, de preferência com agitador magnético) e deve ser utilizada imediatamente. 
OBS.: a polimerização ocorre mais rapidamente em grandes quantidades e no calor(2).

5. Emblocamento: 
Preparar o meio de emblocamento e imediatamente colocá-lo nas forminhas. Dispor as amostras dentro das forminhas e orientá-las cuidadosamente. Manter a forma parada, sobre uma placa aquecida até o início da polimerização. Depois, transferir para estufa 40-50 oC até o endurecimento completo. OBS.: este processo deve ser realizado com rapidez. Após o endurecimento as amostras são desenformadas e os blocos colados com “super-bonder” em um suporte de madeira. A partir deste material são feitos os cortes em micrótomo, dispostos em lâmina e posteriormente corados. A montagem das lâminas é feita com resina sintética (tipo “entellan”) coberta com lamínula(2).

Fig.2 - Forminha já disposta na estufa para acelerar seu processo de endurecimento.
Fonte: Blog "O Fenomenal Mundo Vegetal" - Nanda Couto(4)



O resultado que se obtém na finalização do processo de emblocamento está representado na imagem abaixo:


Fig.3 - Bloco de historesina finalizado.
Fonte: Arquivo pessoal.



Referências:
1. LAVEG - Laboratório de Anatomia Vegetal. UFSC. Disponível em: https://laveg.paginas.ufsc.br/roteiro-ilustrado/material-e-metodos/
2. Roteiro de aula prática elaborado pela professora Márcia Bündchen.
3. SOUZA, Luiz Antonio de et al. Morfologia & Anatomia Vegetal - Técnicas e Práticas; Parte I, pág 24 a 26; 2005.
4. Blog "O Fenomenal Mundo Vegetal", por Nanda Couto. Disponível em: https://histotecnica-vegetal.webnode.com/

sexta-feira, 20 de setembro de 2019

Técnicas e Práticas - Preparo e Montagem de Lâminas

4. Preparação de Lâminas

A preparação de lâminas histológicas é uma etapa importante para que se tenha um resultado final  de fácil observação ao microscópio óptico.
As lâminas de células, tecidos ou órgãos para estudo ao microscópio óptico podem ser de três tipos(1):
  •  Lâmina Temporária
Serve para observações rápidas e para testes histoquímicos. Para a preparação:
> uma lâmina limpa;
> colocar sobre ela uma gota de água ou glicerina 33%;
> obter o corte do material;
> fazer a clarificação do corte em hipoclorito de sódio;
> corar a secção com o corante adequado;
> depositar o corte cuidadosamente em água ou glicerina;
> cobrir cuidadosamente a preparação com uma lamínula
  • Lâmina Semipermante

É mais duradoura que a temporária, durando em média 6 meses. Para a preparação:
> fazer o corte à mão livre ou em micrótomo, fazer a clarificação em hipoclorito de sódio 33%, lavá-la em água destilada e corá-la com o corante adequado;
> montar o corte com uma gota de glicerina 33% entre lâmina e lamínula;
>após a montagem, vedar a lâmina com esmalte incolor;
>etiquetar a lâmina com informações como: nome da espécie, órgão ou a estrutura; tipo de corte; corante usado; fixador e data(1).


Fig. 1 - Lâmina finalizada
Fonte: Arquivo pessoal
  • Lâmina Permanente
As lâminas permanentes podem ser emblocadas em parafina(2), polietilenoglicol(3), goma glicerinada(4) ou historresina. Na historresina envolve as etapas de fixação, desidratação, parainfiltração, inflitração, polimerização, retirada dos blocos do moldes, montagem dos blocos e corte do material em micrótomo de rotação(1).

Fig.3 - Bloco de historresina
Fonte: Arquivo pessoal
Fig.2 - Bloco de historresina
Fonte: Arquivo pessoal
Finalizando o processo de preparo e montagem das lâminas, com o resultado final será possível a visualização da amostra ao microscópio óptico, como nas figuras abaixo:


Fig. 5 - Amostra finalizada
Fonte: Arquivo pessoal
Fig. 4 - Amostra finalizada
Fonte: Arquivo pessoal

Referências:
1. SOUZA, Luiz Antonio de et al. Morfologia & Anatomia Vegetal - Técnicas e Práticas; Parte I, pág 21 a 27; 2005.
2. JOHANSEN, D. A. Plant Microtechnique. New York: McGraw- Hill. 1940.
3.KRAUS & ARDUIN, 1997
4. COE & MARTIN, 1920
5. CARMELLO-GUERREIRO, S. M. Técnica de inclusão de material vegetal em historresina. Botucatu: Departamento de Botânica da UNESP, 1995.

Técnicas e Práticas - Coloração

Antes de se fazer a coloração do corte, a etapa de clarificação é muito importante para que se obtenha um material preferencialmente transparente, e então na etapa de coloração o corante penetre facilmente na amostra.

A clarificação pode ser realizada com o hipoclorito de sódio, popularmente conhecido como água sanitária.
A partir desta solução, cuja concentração de cloro é cerca de 2%, é feita a diluição nas seguintes proporções(1):

60 mL de água destilada + 40 mL de água sanitária = 100 mL de solução clarificadora.

Procedimento:
  • Deve-se manter os cortes nessa solução até que se tornem quase transparentes;
  • Após a clarificação, fazer a lavagem do material, transferindo-o  pelo menos três vezes para placas de Petri com água destilada.
  • Após a lavagem, passar os cortes por água acidificada (água destilada com algumas gotas de ácido), para neutralizar, por mais ou menos 3 minutos, e transfira-os novamente para água destilada(1).
Fig.1 - Etapa de clarificação das amostras
Fonte: Arquivo pessoal

Essas duas últimas etapas são fundamentais, para que se neutralize a amostra, pois os corantes reagem conforme a composição química da amostra, dando colorações diferenciadas em meio ácido e em meio básico.
Com a finalização da clarificação, pode-se fazer a coloração da amostra.

3. Coloração

A coloração é a etapa fundamental do preparo do material para a microscopia, pois com a utilização dos corantes adequados as estruturas celulares ficam evidentes(1).
Há diversos tipos de corantes disponíveis. Alguns corantes são metacromáticos, que coram determinados componentes e estruturas celulares com uma cor diferente do próprio corante(1).

3.1. Tipos de Corantes: os corantes abaixo foram preparados em aula, no laboratório de histologia do IFRS - Campus Porto Alegre, ministrado pela professora Márcia.
  • Azul de anilina 0,5% em etanol 50%
Materiais: becker, espátula, agitador magnético, vidro de relógio, bastão de vidro, papel alumínio, balança analítica.
Método: com o auxílio de papel alumínio e espátula, foram pesados na balança analítica 2,5 g de azul de anilina. Em um becker com 500 mL de etanol 50%, foi adicionado o corante e agitou-se com o auxílio do agitador magnético por uns 10 minutos até se obter uma solução homogênea.
  • Safranina 1% em solução aquosa
Materiais: becker, espátula, agitador magnético, vidro de relógio, bastão de vidro, papel alumínio, balança analítica.
Método: com o auxílio de papel alumínio e espátula, foram pesados na balança analítica 1,0 g de safranina. Em um becker com 500 mL de água destilada, foi adicionado o corante e agitou-se com o auxílio do agitador magnético por uns 10 minutos até se obter uma solução homogênea.
  • Azul de toluidina 0,05% em solução aquosa
Este corante promove a coloração de qualidade superior em tecidos vegetais. Na concentração 0,05% a parede celular secundária lignificada cora-se em azul brilhante, enquanto a parede celualr primária varia de azul até lilás. 
A histoquímica é o uso de corantes específicos que reagem com a amostra e identificam sua natureza química(1).

Materiais: becker, espátula, agitador magnético, vidro de relógio, bastão de vidro, papel alumínio, balança analítica.
Método: com o auxílio de papel alumínio e espátula, foram pesados na balança analítica 0,025 g de azul de toluidina. Em um becker com 500 mL de água destilada, foi adicionado o corante e agitou-se com o auxílio do agitador magnético por uns 10 minutos até se obter uma solução homogênea.
Fig.2 - Finalização da coloração das amostras
Fonte: Arquivo pessoal
Referências:
1. BRUNO, Alessandra Nejar et al. Biotecnologia I (IFRS) - Princípios e Métodos. Histologia Vegetal - cáp. 8, pág 208 - 209; 2014.

Técnicas e Práticas - Corte


2. Cortes


Os cortes podem ser obtidos à mão livre, com o auxílio de lâmina de barbear, ou com o material incluído em meios sintéticos e seccionado em micrótomo rotativo. O glicolmetacrilato é uma alternativa ao emblocamento em parafina. Seu uso se justifica pela praticidade e rapidez do procedimento, a pequena quantidade de reagentes que consome, baixa toxicidade do produto em comparação com outros e, consequentemente, pela menor exposição de quem o manipula.
O glicolmetacrilato também favorece uma excelente qualidade no resultado final. As lâminas produzidas com amostras incluídas em glicolmetacrilato utilizam meios de montagem sintéticos, como por exemplo Entellan, e são chamadas de lâminas permanentes, pois se preservam indefinidademente(1).
Os cortes histológicos feitos à mão livre são de excelente qualidade para se estudar a epiderme, parênquima, colênquima, esclerênquima, tecidos secretores e meristemas secundários como o câmbio vascular. Para tecidos mais delicados, como meristemas primários, ou muito rígidos como a madeira, necessitam de outras técnicas para a obtenção de cortes histológicos de qualidade.
Estes cortes devem ser delgados o suficiente para que a luz do micoroscópio óptico consiga atravessá-los(1).
Nas folhas em que o formato é plano são utilizados cortes paradérmicos e cortes transversais. Para caules, cujo formato é cilíndrico, são utilizados os planos de corte transversal, longitudinal radial e longitudinal tangencial(1).

Fig.1 Tipos de cortes histológicos: 2 - seção transversal; 3 - seções longitudinal, radial e tangencial; 4 - seções longitudinal, anticlinal e paradérmica ou periclinal
Fonte: Morfologia & Anatomia - Técnicas e Práticas(2)
Cortes à mão livre de órgãos relativamente rígidos, como caules jovens, são realizados segurando a amostra diretamente com a mão, tendo em vista que a amostra não sofrerá deformação com o contato da lâmina de barbear.
Para órgãos mais delgados e tenros, é necessário o uso de suportes feitos com isopor, por exemplo(1).

 2.1. Corte paradérmico adaxial: corte feito na parte lisa, "de cima" da folha.
Fig. 2 - corte adaxial adaxial da folha de Costus spicatus conhecida popularmente como Cana de macaco.
Fonte: Blog "EDP - III", por Jacqueline Manzan(3)
2.2. Corte paradérmico abaxial: corte feito na parte áspera, "de baixo" da folha
Fig. 2 - corte adaxial abaxial da folha de Costus spicatus conhecida popularmente como Cana de macaco.
Fonte: Blog "EDP - III", por Jacqueline Manzan(3)


2.3. Corte transversal com suporte: corte transversal feito com suporte de isopor


Fig. 3 - Corte da folha Brinco de Princesa, feito em aula prática de histotécnica vegetal, demonstrado por minha colega Nanda Couto.
Fonte: Blog "O Fenomenal Mundo Vegetal" - Nanda Couto(4).



Referências:
1. BRUNO, Alessandra Nejar et al. Biotecnologia I (IFRS) - Princípios e Métodos. Histologia Vegetal - cáp. 8, pág 206 - 208; 2014.
2. SOUZA, Luiz Antonio de et al. Morfologia & Anatomia Vegetal - Técnicas e Práticas; Parte I, pág 19 a 20; 2005.
3. Blog EDP - III, por Jacqueline Manzan. Disponível em https://edptres.blogspot.com/2011/05/os-tipos-de-corte-mao-livre.html
4. Blog O Fenomenal Mundo Vegetal, por Nanda Couto. Disponível em: https://histotecnica-vegetal.webnode.com/